信帆生物教你如何在实验室里用小技巧提高工作效率！

1 跑 page 胶的时候，小电压跑会避免高电压产生的热量尔导致的胶层变形。低电压泳道会 比大电压泳道跑的直一些，且分离效果更高，有利于分子量相差不大的蛋白分离。

2. 提取质粒的时候，zui后一步的酒精挥发很关键，基本上是其后续的酶切反应的决定性因 素。 所以这一步尽量挥发长一点时间， 是空调吹热风， 或是 37 度温箱放长一点的时间， 我试过室温过夜，酶切很好。

 3. 做 WESTERN BLOT 的时候，大家往往会摸索一抗、二抗的浓度，封闭时间，曝光时间 等等，而每次变换其中的一个条件就需要从新跑胶、转膜，甚至重新提蛋白，这样会浪费大量的时间。其实*没有必要这样。一次转膜后，将 PVDF 膜晾干，裁减成小块，保存起 来，用的时候取出一块，没有任何影响。这对于摸索条件的战友来说，节约了大量的时间。

4. 有关缓冲液和培养基配置  1）将缓冲液配方中的成分分别以 10－100 倍配成母液储存，需要的时候只需将相应的母液 混合，补加水稀释即可  2）配培养基时通常会忘记各成分的量，如配 LB 时的三个成分不记得到底哪个是 5g，哪个 要 10 个，因此可以在常用的试剂瓶的标签上注明所需的量，如配 LB 时，在NaCl 瓶外注明 10g/L, yeast 5 g/L, tryton 10 g/L等，很方便，不需要每次配之前临时翻书

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5. 有关 PCR主反应液配置:  在做克隆鉴定的时候经常需要在酶切鉴定前进行 PCR 鉴定，每次配置 PCR 反应液很繁琐， 可以将其配置类似 kit 的形式，按你需要的反应体系列表，然后放大 100 倍配置 100×主反应 液（100 次反应），其中含 buffer，Mg2＋，dNTPs，但不含引物和 Taq 酶，然后可以 10×分 装或一管储存在－20度，在需要的时候拿出融开，然后按所需的 PCR 反应个数吸取相应的 倍数，再补加相应反应倍数的 Taq 和引物，混匀后分装，这样做的好处如下： 1）可的节省宝贵的时间，可早点收工，看球 2）避免每次反应加样不均的可能 3）大大减少 PCR 假阳性的产生

6. 有关酶切反应液的配置:  在做酶切时，也可以象 PCR 一样配置主反应液，每次反应前先列好反应的体系，算好需要 的反应数，然后按所需反应的体系按所需反应数放大，加入 buffer、酶、水，质粒栏空缺， 然后混合后按除质粒 DNA 的体积分装，然后再在每管中加入相应体积的质粒 DNA 酶切， 这样做的好处如下，特别是当同时有 10几个阳性克隆需要鉴定时尤为明显。

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